Depuis que j’ai commencé la microscopie, j’ai toujours eu une attention particulière pour les diatomées et une certaine fascination quand à l’art et à la manière de pouvoir les disposer en tableaux plus ou moins artistiques.
Devant l’intérêt croissant que j’avais pour ces réalisations, j’ai commencé il y a quelques années à vouloir les manipuler afin de pouvoir arriver à ce que j’espérais obtenir.
Les débuts ont été plus que laborieux mais la persévérance et une certaine dose d’obstination ont fini par porter leurs fruits.

Il n’existe pas une seule méthode de travail mais je suppose que chaque diatomiste possède la sienne.
Quoiqu’il en soit, je vais décrire plus bas les étapes importantes qui mènent au résultat final. Bien sûr, avant de commencer un travail, je sais ce que je vais essayer de réaliser .
Et bien sûr, je fais en fonction des diatomées dont je dispose, (c’est vrai que je commence à en avoir beaucoup, autant en choix qu’en quantité pour certaines d’entre elles.

• Du côté des Verts :

La coloration combinée du carmin aluné et du vert à l’iode mise au point par Mirande (1920) est connue de tous les micrographes. Son avantage, particulièrement marquant lors de travaux pratiques, est la simplicité d’utilisation. Son inconvénient est un vieillissement rapide surtout en montage à la glycérine gélatinée, ou une disparition plus ou moins importante de la coloration lors de la déshydratation en vue d’un montage au baume ou résine.

M’inspirant d’une méthode de Dop et Gautié ( 1928 ) j’ai fait quelques essais systématiques de colorations au carmin aluné et au vert de quelque chose ( iode, de méthyle, brillant ) suivies de déshydratation et montage à la résine synthétique Entellan de Merck ( je suppose que l’Eukitt peut également être utilisé ). Les résultats semblent bons et sont comparables selon le « vert » utilisé. Après quelques mois, il n’y a pas d’atténuation de la coloration. Il faudrait attendre plus longtemps pour en être sûr, en attendant je vous livre la méthode.

Les photos ont été prises en 640 x 480, avec la camera digital de 0.4 Mpx intégrée a mon microscope American Optical, et réduites si besoin pour leur insertion dans l’article. La largeur du champ avec chaque objectif est la suivante: 4x = 3400, 10x = 1333, 40x = 340 et 100x = 133 microns. L’équipement et les filtres utilisés ont été décrits dans un article précédent. Quelques photos ont été amalgamés à partir de plusieurs plans de mise au point avec Combine Z ou Hélicon Plus. Toutes les images ont été traitées dans PhotoPaint et Neat Image

Les photos ont été prises en 640 x 480 avec une camera Motic DC-3, intégrée à mon Microscope National Optical , et réduites ou découpées pour leur insertion dans l’article. Quelques photos sont cliquables. La largeur du champ avec chaque objectif (sur les photos non découpées bien sur) est la suivante: 4x = 3400, 10x = 1333, 40x = 340 et 100x = 133 microns. L’équipement et les filtres utilisés ont été décrit dans un article précèdent. Il est préférable d’afficher cet article avec une résolution de 800 x 600 px.
Je dois une reconnaissance spéciale à l’auteur du petit mais magnifique logiciel Neat Image Demo, et à Jean Marie Cavanihac pour me l’avoir fait connaitre

Les photos ont été prises en 640 x 480, et réduites pour leur insertion dans l’article. Quelques photos sont cliquables. La largeur du champ de chaque objectif est la suivante:
4x = 3400, 10x = 1333, 40x = 340 et 100x = 133 microns.
Ces valeurs sont valables pour les photos non découpées ni combinées avec d’autres Le matériel et les filtres utilisés ont été décrits dans un article précèdent. Vous profiterez mieux de cet article avec une résolution de 800 x 600 pix.

Les photos ont été prises en 640 x 480, et réduites pour leur insertion dans l’article. Quelques photos sont cliquables. La largeur du champ avec chaque objectif est la suivant: 4x = 3400, 10x = 1333, 40x = 340 et 100x = 133 microns. L’équipement, et les filtres utilisés ont été décrit dans un précèdent article .

Je ne vais pas commencer par vous décourager tout de suite, mais disons dès le départ que la préparation de petits insectes ou de pièces anatomiques d’insectes est extrêmement intéressante par les techniques qu’elle met en jeu et les résultats passionnants qu’elle apporte, mais elle est difficile,très longue, délicate, et demande une patience incroyable, d’autant que les résultats ne sont pas garantis à chaque fois …

Je veux montrer ici trois méthodes de fixation d’utilisation assez générale qui peuvent complémenter les formules que j’ai présentées dans la première partie. Ce sont encore des fixateurs pour l’utilisation de microscopistes biologistes, non histologistes. Bien qu’il soit certain que certains des fixateurs  utilisés par les histologues peuvent être très utiles pour microzoologistes et microbotanistes, il est mieux que les fixateurs pour histologie sans produits toxiques soient présentés dans un autre article, par la suite, si j’ai du succès dans les essais que j’effectue maintenant. (Fixateurs histologiques non commerciaux, ça va sans dire, parce qu’il y a plusieurs produits commerciaux qui sont vendus à prix d’or pour les laboratoires professionnels, et qui soutiennent être suffisamment sûrs pour l’utilisation courante)

Il y a peu d’années, a commencé la tendance à souligner les périls de beaucoup de substances utilisées normalement en microscopie depuis plus d’un siècle. Successivement ont été dénoncés : le formol, le glutaraldéhyde, le dichlorure mercurique, l’acide picrique, l’hydrate de chloral, l’acide phénique, le thymol, le violet de gentiane (ou cristal violet), le rose Bengale, le xylol, le benzol, le toluol, (xylène, benzène, toluène ) etc. etc..

Dans les observation microscopiques que nous faisons, entre pour une large part le hasard : certains organismes n’existent qu’en un seul spécimen dans notre prélèvement et nous resterons peut être des années sans en retrouver un autre…

Que faire pour conserver une trace de ces observations uniques ?